Compuestos fenólicos en las flores de la especie Talipariti elatum Sw

PRODUCTOS NATURALES

 

Compuestos fenólicos en las flores de la especie Talipariti elatum Sw

 

Phenolic compounds present in Talipariti Elatum Sw species flowers

 

 

Ingrid Márquez Hernández,I Osmany Cuesta Rubio,I Sorae Quiala Ortiz,II Luca Rastrelli,III. Anna Lisa PicinelliIII

I Universidad Técnica de Machala, Km. 5 ½ Vía a Pasaje. Machala, Ecuador.
II Hospital Naval Luis Díaz Soto. Habana del Este, La Habana, Cuba.
III Dipartimento di Scienze Farmaceutiche, Universitá degli Studi di Salerno. Fisciano, Salerno, Italia.

 

 

RESUMEN

Introducción: las flores de la especie Talipariti elatus Sw., son empleadas por la población en Cuba con fines medicinales. El conocimiento sobre la composición química de las flores es limitado, ya que solo el flavonoide gossypitrina se ha aislado y caracterizado inequívocamente a través de métodos espectroscópicos.
Objetivo: identificar componentes químicos presentes en las flores de Talipariti elatus Sw.
Métodos: el extracto etanólico al 50 % (v/v) de las flores fue fraccionado mediante métodos de cromatografía en columna convencional empleando Sephadex LH-20 y sílica gel como fases estacionarias, y por cromatografía líquida de alta eficacia. La estructura de los compuestos aislados fue determinada sobre la base de sus espectros de resonancia magnética nuclear y de masas.
Resultados: los flavonoles gossypitrina, quercetin-3-soforósido y rutina fueron identificados en el extracto estudiado, al igual que el ácido protocatéquico.
Conclusiones: el estudio fitoquímico permitió identificar por primera vez tres componentes químicos en las flores de Talipariti elatum S.W., dos flavonoides glicosilados y un ácido carboxílico aromático. El flavonoide gossypitrina también fue identificado.

Palabras clave: Talipariti elatum Sw.; flores; flavonoles; gossypitrina; quercetin-3-soforósido; rutina; ácido protocatéquico; caracterización estructural; RMN.

ABSTRACT

Introduction: flowers of Talipariti elatus Sw. are used by local population for medicinal purposes. The chemical composition of flowers is almost unknown because of flavonol gossypitrin is the unique compound identified by spectroscopic methods unambiguously.
Objective: to identify chemical components from flowers of Talipariti elatus Sw.
Methods: an ethanol extract (50%, v/v) obtained employing flowers of Talipariti elatus Sw. was fractionated by chromatographic methods including conventional column chromatography (sephadex LH-20 and Silica gel) and HPLC. The structural characterization of isolated compounds was performed on the basis of NMR and mass methods.
Results: flavonols gossypitrin, quercetin-3-sophoroside and rutin were isolated together protocatechuic acid.
Conclusions: this phytochemical study allowed identifying three chemical components from flowers of Talipariti elatum S.w. by first time, two flavonol glycosides and one aromatic carboxylic acid. Flavonol gossypitrin was also identified.

Keywords: Talipariti elatum Sw.; flowers; flavonols; gossypitrin; quercetin-3-sophoroside; rutin; protocatechuic acid; structural characterization; NMR.

 


INTRODUCCIÓN

Las flores de la especie Talipariti elatum Sw., conocida en Cuba como Majagua, son utilizadas por la población en la preparación de decocciones para el tratamiento de afecciones de las vías respiratorias. Se preparan y distribuyen jarabes por la supuesta acción expectorante y antiasmática de los extractos de las flores, dicha actividad no demostrada científicamente y en la actualidad, el Formulario Nacional de Fitofármacos y Apifármacos 1 solo incluye un champú elaborado a partir de esta especie. La actividad biológica sugerida [A1][C2][C3][C4] [C5] para la planta es variada, se le atribuyen además propiedades como laxante, emoliente, antihemorroidal y antitumoral.2

Estudios fitoquímicos preliminares reportaron la presencia de mucílagos, sustancias reductoras, antocianidinas, aminoácidos, taninos, fenoles y flavonoides. El único compuesto aislado de las flores de la especie que crece en Cuba, y que fue caracterizado sobre la base de sus espectros de RMN y masas, es el flavonoide gossypitrina, un O-glucósido.3 La cromatografía gaseosa acoplada a espectrometría de masas sugiere la presencia de otros constituyentes químicos como flavonoides, ácidos orgánicos, hidrocarburos y triterpenos.4 En el caso de las hojas se detectó la presencia de triterpenos y esteroides.4

El flavonoide gossypitrina, muestra actividad hepatoprotectora, antioxidante y antimicrobiana.5-7 No existen informes sobre otros componentes químicos aislados y caracterizados estructuralmente de forma inequívoca. Tampoco hay evidencias de que otros componentes químicos, además de la gossypitrina, puedan contribuir a la acción biológica de los extractos obtenidos a partir de las flores de Majagua.

El presente trabajo se propone como objetivo identificar componentes químicos presentes en las flores de Majagua a través de la combinación de métodos de separación y espectroscópicos. De esta manera, se logra una caracterización química más completa del extracto, lo que contribuye a un conocimiento más amplio de la flora endémica de nuestro país. Por otra parte, estudios futuros se pueden valer de estos resultados en investigaciones tanto químicas como biológicas.


MÉTODOS

PREPARACIÓN DEL EXTRACTO

El material vegetal objeto de estudio fueron las flores secas de la especie Talipariti elatum Sw., suministradas por la Empresa de Cultivos Varios Habana (Granja despulpadora de café) en febrero de 2010. Los controles de calidad realizados a la droga cruda siguieron las especificaciones de calidad exigidas en las Normas Ramales del Ministerio de Salud Pública.8,9 El extracto se preparó también siguiendo los requisitos de dichas Normas.10 [A6] Se utilizó la percolación como método extractivo y etanol (50 %, v/v) como disolvente de extracción. Un litro del extracto se concentró en un rotoevaporador Büchi (40 ºC), conectado a una bomba de vacío ULVAC DTC-21 y un criostato Scientz DC-3006, hasta un cuarto de su volumen (250 mL), para su posterior fraccionamiento con n-butanol en un embudo separador de 500 mL (80 mL, 5 veces). Los lavados obtenidos se reunieron y concentraron hasta sequedad en el rotoevaporador a 40 ºC.

MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS

Cromatografía en columna con sephadex LH-20: 3 g del extracto butanólico se disolvieron en metanol (9 mL). La disolución resultante fue centrifugada en una centrífuga modelo Hettich Universal (2500 rpm x 5 min.) y se fraccionó a través de una columna SR-25 (Pharmacia, 1 m x 2,5 cm) cargada con 100 g de Sephadex LH-20. Como fase móvil se empleó metanol, el cual fue suministrado por una bomba peristáltica P-1 (Pharmacia Biotech) a una velocidad de 5 mL/min. Se colectaron fracciones de 10 mL.

Cromatografía en columna con sílica gel: se utilizó una columna de vidrio (37 cm x 4 cm) que contenía sílica gel G 60 (50 g) como soporte. La muestra (595,7 mg) se adsorbió sobre celite y se aplicó sobre el extremo superior de la columna. Los disolventes cloroformo y metanol constituyeron las fases móviles, tanto puros como en mezclas, colectándose fracciones de 25 mL.

Cromatografía líquida de alta eficacia (CLAE): las muestras se disolvieron previamente en metanol (10-15 mg/mL) y se centrifugaron (centrífuga Hettich Universal) a 4000 rpm x 5 min. Las separaciones se desarrollaron empleando una columna μ-Bondapak C-18 (300 x 7,8 mm) Waters con un tamaño de partícula de 10 μm y como fase móvil una mezcla metanol-ácido trifluoracético 0,05 % (42:58, v/v), a una velocidad de flujo de 3 mL/min. Las inyecciones se realizaron manualmente y se empleó un "loop" de 100 μL. Se empleó un sistema Waters semipreparativo compuesto por una bomba Water 590 y un detector de índice de refracción Water R 401. El estudio se realizó a temperatura ambiente (25 ºC).

Cromatografía en capa delgada (CCD): todas las fracciones obtenidas a través de los métodos cromatograficos (excepto CLAE) fueron monitoreadas por CCD. Las fracciones fueron comparadas con el empleo de placas de sílica gel GF 254 sobre soporte de aluminio. La altura de las placas fue de 10 cm y el ancho fue estimado según las necesidades. La corrida cromatográfica se realizó en cámaras de vidrio (20x20x8 cm) ambientadas con las siguientes fases móviles, durante al menos 15 minutos: CHCl3:MeOH (9:1) y BuOH:HOAc:H2O (65:15:25). Se emplearon la luz UV (254 nm) y H2SO4/EtOH (1:1, v/v) como reveladores.

MÉTODOS ESPECTROSCÓPICOS

Espectroscopia UV-visible: se realizaron espectros UV visible en un equipo RAYLEÍGH UV-2100 al extracto en etanol al 50 % (v/v), la fracción de butanol, la fracción acuosa remanente después de fraccionar con n-butanol y al producto 1. La absorbancia máxima de las bandas fue ajustada experimentalmente entre los valores 1-2 mediante diluciones y con el empleo del comando auto-escala del equipo. Se emplearon cubetas de cuarzo de 1 mL. Todos los espectros se realizaron por triplicado a 25 ºC.

Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN): los espectros de RMN del producto 1 se realizaron en un espectrómetro Bruker/Avance DPX 250 operando a 250,13 MHz para 1H y 62,9 MHz para 13C. Se empleó dimetilsulfóxido hexadeuterado (DMSO-d6) como disolvente a 40 ºC. Para los productos 2, 3 y 4 se empleó un equipo Bruker DRX-600 operando a 599,19 MHz para 1H y 150,86 MHz para 13C, equipado con el software UXNMR; los espectros se registraron en metanol deuterado (CD3OD) a 25 ºC. En todos los casos, los corrimientos químicos fueron expresados en ppm (partes por millón) referidos a la señal del disolvente. Se realizaron los experimentos RMN 1H, RMN13C, los experimentos bidimensionales HHCOSY (HH Correlation Spectroscopy), HSQC (Heteronuclear Single Quantum Correlation) y HMBC ( Heteronuclear Multiple Bond Correlation) empleando las secuencias de pulsos convencionales descritos en la literatura.11 Para [A7] la interpretación de las señales, fundamentalmente los residuos de azúcares de los productos, se utilizó el software MestReC.

Espectrometría de masas: los espectros de masas (EM) se registraron en un espectrómetro de masas (Thermo Finnigan, San José, CA) equipado con el software Xcalibur 3.1 y un analizador de trampa de iones lineal. Los espectros de masas fueron obtenidos empleando el modo de ionización por electronebulización (EM-EN) tanto en modo positivo como negativo y se obtuvieron por introducción directa, con las muestras disueltas en metanol:agua (1:1, v/v). También se realizaron los espectros masa/masa (EM/EM) con un porcentaje de energía de colisión de 20-45 %. Las condiciones de ionización fueron optimizadas a: temperatura del capilar 200 0C, voltaje capilar 29 V, voltaje del spray 4,50 kV, flujo del gas principal 30 (unidad arbitraria), flujo del gas auxiliar 5 (unidad arbitraria); el intervalo de detección estuvo entre 200-900 Da. El nitrógeno se utilizó como gas principal y auxiliar.


RESULTADOS

OBTENCIÓN Y FRACCIONAMIENTO PRELIMINAR DEL EXTRACTO DE LAS FLORES DE TALIPARITI ELATUM SW.

El ensayo de sólidos totales realizado al extracto hidroalcohólico al 50 % permitió deducir un valor del 5,98 %, que se correspondió con una masa de 6 g. Después de concentrado y lavado con n-butanol se obtuvo la fracción acuosa y la butanólica, que pesaron 2,7 g y 3,3 g, respectivamente.

ANÁLISIS MEDIANTE ESPECTROSCOPIA UV-VISIBLE

En el extracto hidroalcohólico, la fracción acuosa y la fracción butanólica se apreciaron máximos de absorción por encima de 250 nm. La fracción butanólica fue la única que mostró un máximo de absorción en 382 nm. El producto 1 mostró máximos de absorción en 383, 334, 378 y 257 nm.

PROCESOS DE FRACCIONAMIENTO Y PURIFICACIÓN DE LA FRACCIÓN N-BUTANÓLICA

Los procesos de fraccionamiento y purificación ulteriores, aplicados a la fracción butanólica, se presentan en la figura 1. La combinación de todas las técnicas cromatográficas utilizadas permitió la obtención de 4 productos. El producto 1 (114 mg) cristalizó de las fracciones 1/8 y 1/9 obtenidas de la columna de sephadex LH-20. Los productos 2 (1,2 mg), 3 (12,6 mg) y 4 (21,4 mg) se aislaron por CLAE a partir de la fracción 2/15-2/17 (270 mg) proveniente de la cromatografía en columna con sílica gel.

ANÁLISIS ESTRUCTURAL MEDIANTE ESPECTROSCOPIA DE RMN Y ESPECTROMETRÍA DE MASAS

Los datos espectroscópicos de RMN obtenidos para los productos (1-4) se resumen en la tabla. Los principales resultados de los espectros de masas se relacionan a continuación:

Producto 1: EM-EN (modo positivo), m/z 481,1 [M+H]+; EM/EM, m/z 319,1.

Producto 2: EM-EN (modo negativo), m/z 153,1 [M-H]-; EM/EM, m/z 109,0.

Producto 3: EM-EN (modo negativo), m/z 625 [M-H]-; EM/EM, m/z 463,1; 445,2; 301,1.

Producto 4: EM-EN (modo negativo), m/z 609,0 [M-H]-; EM/EM, m/z 301,1.

 

Tabla. Datos espectroscópicos obtenidos para los compuestos aislados

Posición

Compuesto 1

Compuesto 3

Compuesto 4

Grupo

d 1H (J en Hz)

d 13C

Grupo

d 1H

(J en Hz)

d 13C

Grupo

d 1H

(J en Hz)

d 13C

2

C

-

145,9

C

-

158,0

C

-

159,0

3

C

-

135,7

C

-

134,9

C

-

135,5

4

C

-

176,1

C

-

177,3

C

-

177,4

5

C

-

153,1

C

-

160,0

C

-

161,2

6

CH

6,21

102,3

CH

6,18, s

99,4

CH

6,21, s

99,8

7

C

-

152,4

C

-

167,0

C

-

166,0

8

C

-

123,0

CH

6,37, s

94,1

CH

6,40, s

99,5

9

C

-

145,0

C

-

164,0

C

-

156,6

10

C

-

102,4

C

-

105,0

C

-

105,0

1´

C

-

122,5

C

-

118,0

C

-

121,3

2´

CH

7,02 (d, 9)

116,4

CH

7,63, s

116,9

CH

7,66, s

117,3

3´

C

-

145,1

C

-

146,0

C

-

146,4

4´

C

-

148,6

C

-

149,0

C

-

150,0

5´

CH

7,92

(dd,9; 2,2)

116,6

CH

6,86 (d;7,8)

115,7

CH

6,87 (d;8,4)

116,0

6´

CH

8,13

(d,2,2)

122,9

CH

7,62 (d;7,8)

122,8

CH

7,63

(d;8,4)

123,3

1´´

CH

4,80

(d;7,8)

98,4

CH

5,46

(d;7,8)

100,3

CH

5,10 (d;7,8)

104,5

2´´

CH

3,10-3,90

73,5

CH

3,70

82,2

CH

3,45

74,3

3´´

CH

77,1

CH

3,20

78,1

CH

3,28

76,6

4´´

CH

69,7

CH

3,58, dd

77,8

CH

3,24

70,3

5´´

CH

76,3

CH

3,48, m

70,9

CH

3,39

77,9

6´´

CH2

60,7

CH2

3,93

3,23

66,6

CH2

3,36

3,38

68,6

1´´´

CH

4,76

(d;6,1)

105,0

CH

4,52 (d)

102,3

2´´´

CH

3,35

75,6a

CH

3,62

70,60

3´´´

CH

3,36

70,9

CH

3,51

70,60

4´´´

CH

3,36

70,9

CH

3,25

72,10

5´´´

CH

3,35

75,6a

CH

3,42

69,50

6´´´

CH2

3,72 3,56

61,9

CH3

1,12 (d;6,2)

17,90

Compuesto 2

Posición

Grupo

d 1H

(J en Hz)

d 13Cb

Interacciones HMBC (H→C)

1

C

-

122,9

 

2

CH

7,66 (d,1,2)

117,7

C1, C3, C4

3

C

-

146,0

4

C

-

151,2

5

CH

6,90 (d,7,8)

123,9

C1, C3, C6

6

CH

7,56

(dd, 7,8;1,2)

115,7

C1, C2, C5, COOH

-COOH

-

170,2

 













                                                            a: intercambiables en la misma columna. b: deducidos del experimento HMBC

 

El análisis estructural realizado permitió sugerir la siguiente asignación estructural: compuesto 1 (flavonoide gossypitrina), compuesto 2 (ácido protocatéquico), compuesto 3 (flavonoide quercetin-3-soforósido) y compuesto 4 (flavonoide rutina).

 

DISCUSIÓN

OBTENCIÓN Y FRACCIONAMIENTO [A8] PRELIMINAR DEL EXTRACTO DE TALIPARITI ELATUM SW.

Es importante destacar que en este estudio se preparó y analizó el extracto cuyo uso sugiere el Formulario Nacional de Fitofarmacos y Apifármacos,1 con el objetivo de lograr la caracterización química del mismo. No se estableció un proceso de extracción que favoreciera la obtención de un tipo de metabolito secundario en particular. Por lo tanto, el estudio fitoquímico se subordinó al extracto que se sugiere emplear en la actualidad en nuestro país. El proceso de extracción se realizó por triplicado.

El extracto obtenido se fraccionó con n-butanol para facilitar los procesos ulteriores de separación. De esta forma, las sustancias muy polares como posibles azúcares, taninos y aminoácidos, que son constituyentes comunes en plantas, quedaron retenidas en la fracción acuosa. En la fracción butanólica, con una masa ligeramente superior, se concentraron los componentes objeto de estudio de este trabajo.

ANÁLISIS MEDIANTE ESPECTROSCOPIA UV-VISIBLE

Los mejores espectros UV fueron obtenidos con la fracción butanólica, donde se apreciaron máximos en 220, 258 y 380 nm. Las bandas por encima de 250 nm son típicas de compuestos con cromóforos conjugados, donde se incluyen los restos aromáticos comunes en diferentes grupos de metabolitos secundarios. Si se tienen en cuenta los reportes previos sobre la composición química de las flores,2 el comportamiento apreciado en los espectros UV podría ser justificado por la presencia de flavonoides. Tanto el extracto hidroalcohólico inicial como la fracción acuosa remanente del lavado con n-butanol presentaron absorciones por encima de 250 nm también. La fracción acuosa mostró una apariencia muy similar al extracto hidroalcohólico y en ambos casos no se apreció la banda en 380 nm característica de la fracción butanólica. Algunos núcleos de flavonoides presentan máximos de absorción por encima de 350 nm, lo que sugiere que estos se concentraron en la fracción butanólica.11-13

PROCESOS DE FRACCIONAMIENTO Y PURIFICACIÓN DE LA FRACCIÓN N-BUTANÓLICA

Las fracciones que mostraron mayor masa y mejores resultados cromatográficos por CCD fueron seleccionados para continuar el proceso de purificación. De la columna de sephadex LH-20 de seleccionó la fracción 1/3 para realizar la columna convencional con sílica gel. Por otra parte, de las fracciones 1/8 y 1/9 se obtuvo el producto 1 por cristalización espontánea al concentrar dichas fracciones.

Las fracciones 2/15-2/17 (270 mg) provenientes de la columna de sílica gel acumularon el 45,7 % de la muestra analizada en la columna (fracción 1/3). De esta manera, se garantizó que al paso final de purificación por CLAE llegaran las fracciones que acumularon la mayor masa.

ANÁLISIS ESTRUCTURAL DE LOS PRODUCTOS AISLADOS

Producto1: Las bandas apreciadas en el espectro UV (383, 334, 378 y 257 nm) se corresponden con las bandas Ia, Ib, II a y IIb típicas de flavonoles, respectivamente, y permitieron sugerir que el producto 1 es un flavonol con un grupo hidroxilo en posición 3, con tres funciones oxigenadas sobre el anillo A y dos o tres sobre el anillo B.13 El espectro de masas permitió deducir la fórmula molecular C21H 20O13 (IDH=12) a partir de m/z 481([M+H]+) y sugirió la naturaleza glicosilada del producto, ya que los núcleos de flavonoides contienen 15 átomos de carbono y por tanto los restantes se asociaron con el residuo de una hexosa. El análisis del experimento EM/EM corroboró lo antes sugerido, pues el ion fragmento obtenido a partir de m/z 481 fue m/z 319, correspondiente al ion [M+H- 162]+ que indica la pérdida del azúcar (hexosa) a partir del núcleo del flavonol. La comparación de los datos de RMN1H y RMN13C con los reportados previamente permitieron afirmar que el producto 1 se correspondía con el flavonoide gossypitrina, aislado con anterioridad de la especie que se estudia.2,14,15

Producto 2: El espectro de masas y los datos de RMN permitieron deducir la fórmula molecular C7H6O4 (IDH=5) a partir del ion pseudo molecular m/z 153 [M-H]- y las señales en los espectros RMN 1H y HMBC, respectivamente. La fragmentación del ion m/z 153 produjo un espectro hijo con el ion fragmento m/z 109, que indicó la pérdida de 44 Da (-CO 2).14 Este comportamiento sugirió la presencia de un agrupamiento carboxilo en la estructura. Con los datos señalados hasta el momento, se infirió inicialmente que el producto 2 podía ser un ácido carboxílico aromático con dos hidroxilos fenólicos. El espectro de RMN1H mostró sólo tres señales, todas en la zona aromática, que indicaron la existencia de un anillo aromático trisustituido. Con los datos obtenidos y en particular con los valores de constantes de acoplamiento apreciados en los tres protones aromáticos, se pueden proponer dos variantes estructurales isoméricas: el ácido gentísico (ácido-2,5-dihidroxibenzoico y el ácido protocatéquico (ácido-3,4-dihidroxibenzoico), dos compuestos con amplia distribución en el reino vegetal. Como ambos compuestos poseen el mismo sistema de espines, sus espectros de RMN 1H son muy similares y la diferenciación se realizó teniendo en cuenta el espectro HMBC realizado, ya que el protón asignado a la posición 6 (dH 7,56 ppm, dd) mostró un pico cruzado con el carbono del grupo carboxilo (dC 170,2 ppm). El resultado confirmó la presencia de ácido protocatéquico en las flores de majagua, aspecto sugerido con anterioridad por otros autores mediante cromatografía gaseosa acoplada a espectrometría de masas.4

Producto 3: El producto 3 mostró en el espectro de RMN1H señales en la zona alifática saturada (0-4 ppm), olefínica (4-6 ppm) y aromática (6-8 ppm). Al analizar las señales del espectro de RMN1H correspondientes a la zona aromática, se asignaron las señales más blindadas (dH 6,18 ppm (s) y dH 6,37 ppm (s)) a las posiciones 6 y 8 del anillo A de flavonoides 5,7-dioxisustituidos, teniendo en cuenta los reportes de la literatura.13-16 Adicionalmente, la zona aromática mostró otras tres señales en dH 6,86 ppm (d); d H 7,62 ppm (d) y dH 7,63 ppm (s), típicas del anillo B de flavonoides con oxisustituyentes en posiciones 3´ y 4´.13-16 De esta manera, los protones anteriores fueron asignados a las posiciones 5´, 6´ y 2´ del anillo B, respectivamente (tabla, figura 2). El experimento HHCOSY permitió corroborar la asignación anterior pues se apreció un pico cruzado entre las señales en dH 7,62 ppm y d H 6,86 ppm, originado por sus posiciones orto relativas y confirmadas por la constante de acoplamiento orto apreciada (7,8 Hz). No se observó la presencia de un protón para la posición 3 y de esta manera se descartó el núcleo de flavona y se sugirió el de un flavonol. El análisis integrado de los experimentos HSQC y HMBC, permitió confirmar la naturaleza de flavonoide del producto 3. Además, las señales en 5,46 y 4,76 ppm, indicaron la presencia de dos protones unidos a carbonos anoméricos y por tanto la existencia de un diglicósido. El número total de señales de carbonos correspondientes a los residuos de azúcares fue 12, permitiendo deducir la presencia de dos hexosas. El protón anomérico en 5,46 ppm mostró un pico cruzado en el experimento HMBC con el carbono de la posición 3 (134,9 ppm) y de esta forma se dedujo que el producto 3 era un flavonoide 3-O-glicosilado.

El espectro de masas mostró un ion pseudomolecular en m/z 625. En el experimento EM/EM se apreciaron los iones fragmentos m/z 463 [M-H-162] - y m/z 445 [M-H-180]-, que corroboraron la existencia de residuos de azúcares.15 El ion fragmento m/z 301 sugirió a la quercetina como aglicón ya que la masa de este flavonoide es 302 Da. El análisis conjunto de los datos de los espectros de masas y de RMN permitió deducir la fórmula molecular C27H30O17 para el producto 3. La comparación de los datos de RMN 1H y RMN 13C obtenidos con los reportados en la literatura, además de los datos del experimento HMBC realizado, permitieron identificar al compuesto 3 como el derivado diglucosilado de la quercetina en posición 3 (quercetin-3-soforósido), donde los azúcares muestran una unión 1-2.13-16 La unión 1-2 fue confirmada por la presencia de picos cruzados, en el experimento HMBC, de ambos protones anoméricos con el carbono en dC 82,2 ppm, asignado a la posición 2´´ del azúcar interior. Este compuesto es un glicósido de quercetina ampliamente distribuido en el reino vegetal.13,15

Producto 4: Produjo espectros de RMN muy similares a los obtenidos con el producto 3 y de igual forma se pudo deducir que se trataba de un derivado de quercetina 3-O-glicosilado. Sin embargo, los residuos de azúcares mostraron diferencias apreciables con el producto 3. En particular, la señal de un metilo (dH 1,12 ppm) con apariencia de doblete indicó la presencia de un desoxiazúcar en el diglicósido. El espectro de masas mostró un ion pseudomolecular en m/z 609 [M-H] -, cuya fragmentación originó la aparición del ion fragmento m/z 301, indicando nuevamente a la quercetina como núcleo de este flavonoide glicosilado. La comparación de los datos de RMN obtenidos con los reportados en la literatura especializada, permitió constatar que el producto 4 se correspondía con la rutina.13-16 Adicionalmente, se comparó el producto 4 con un patrón de rutina por CCD y se apreció un comportamiento cromatográfico idéntico en cuanto a Rf y revelado.

La rutina es uno de los glicósidos de quercetina más ampliamente distribuido en el reino vegetal y ha sido objeto de decenas de estudios donde se sugiere su actividad antioxidante, antiinflamatoria, neuroprotectora, antidiabética, antiadipogénica, entre otras.17

El estudio fitoquímico realizado permitió identificar la presencia de dos flavonoides [A9] y un ácido orgánico por primera vez en las flores de T. elatus que crece en Cuba. Se ratifica nuevamente la presencia del flavonoide gossypitrina. Al tener en cuenta que los productos aislados provienen de las fracciones cromatográficas que mostraron mayores masas, se puede sugerir que los compuestos mayoritarios en la fracción butanólica son glicósidos de flavonoles. Esta sugerencia podría ser comprobada en estudios posteriores donde se cuantifiquen dichos metabolitos.

La presencia de ácido protocatéquico, rutina (quercetin-3-O-rutinósido) y quecetin-3-O-soforósido en el extracto obtenido, además de la conocida gossypitrina, sugiere que se podría diversificar el uso del extracto si se tiene en cuenta la información que la literatura especializada aporta sobre la actividad biológica de los compuestos aislados, ya que actualmente el extracto solo se emplea para la elaboración de champú.


CONFLICTO DE INTERESES

Los autores declaran la no existencia de conflictos de intereses

 

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Cruz-Arzola D, Miranda-Martinez M, Torres-Serna A, Oliva-Romero M, Hernández-Ángel M, Manso Hernández MC, et. al. Formulario Nacional Fitofármacos y Apifármacos. 2da edicion. La Habana, Cuba:Ecimed; 2010.

2. Roig JT. Plantas medicinales, aromáticas o venenosas de Cuba. La Habana, Cuba:Editorial Científico Técnica; 1988. p.584,618-619.

3. Márquez I; Martínez J; Cuellar A. Estudio fitoquímico de la especie Hibiscus elatus S.w. Revista Cubana de Farmacia. 1999;33(2):127-131.

4. González J. Estudio químico comparativo entre las diferentes partes constitutivas de las flores de Hibiscus elatus S.w. Tesis en opción al título de master en Ciencias Farmacéuticas. Universidad de la Habana. 2002.

5. Pérez G; Ramos C; Martínez B; Márquez I; Giuliani A; Martínez G. Protective effect of gossypitrin on carbon tetrachloride-induced in vivo hepatotoxicity. Redox report. 2003;8(4):215-221.

6. Cuéllar A; González J. Obtención del glucósido flavonoide Gossypitrina de los pétalos de las flores de Talipariti elatum Sw. y evaluación de su posible efecto antioxidante. Revista Colombiana de Ciencia Animal. 2010;2(2):338-348.

7. Cuéllar A; Hernández N. Potencialidades antimicrobianas de la Gossypitrina aislada de las flores de Talipariti elatum Sw. y evaluación de algunos parámetros farmacognósticos de las flores. Revista Colombiana de Ciencia Animal. 2011;3(1):125-135.

8. Minsap. [A12] Normas Ramales del Ministerio de Salud Pública # 309. La Habana. Cuba. 1992.

9. Minsap. Normas Ramales del Ministerio de Salud Pública # 310. La Habana. Cuba. 1992.

10. Minsap. Normas Ramales del Ministerio de Salud Pública # 311. La Habana. Cuba. 1992.

11. Braun S, Kalinowski HO, Berger S. 100 and more basic NMR experiments. A practical course. Weinhein, USA: Ed. VCH; 1996.

12. Silverstein R, Clayton G, Morral T. Spectrometric Identification of organic compounds. 5ta edition. USA:John Wiley and Sons, Inc; 1991. p. 289-311.

13. Mabry TJ. The sistematic identification of flavonoids. New York:Springer-Verlag; 1970.

14. Lock O. Investigación fitoquímica. Métodos para el estudio de los productos naturales. 1era edición. Lima-Perú:Editorial Fondo; 1988. p1-111.

15. Agrawal P; Bansal M. Carbon-13 NMR of flavonoids. The Netherlands: Elsevier Science Publishers B. V.; 1989. p. 185-188, 367-369.

16. Andersen O and Markham K (Eds.). Flavonoids: chemistry, biochemistry and applications. USA:CRC Press; 2005. p. 37-142.

17. Chua L. A review on plant-based rutin extraction methods and its pharmacological activities. Journal of Ethnopharmacolog. 2013;150(3):805-817.

 

 

Recibido: 25 de septiembre de 2016.
Aprobado: 19 de noviembre de 2016.

 

 

Ingrid Márquez Hernández . Universidad Técnica de Machala, Km. 5 ½ Vía a Pasaje. Machala. Ecuador. Teléfono: 0969909937. Correo electrónico: ingridmarquezhernandez@yahoo.com

 

 

 

Enlaces refback

  • No hay ningún enlace refback.


Bookmark and Share


Copyright (c) 2017 Ingrid Márquez Hernández, Osmany Cuesta Rubio, Sorae Quiala Ortiz, Luca Rastrelli, Anna Lisa Picinelli

Licencia de Creative Commons
Esta obra está bajo una licencia de Creative Commons Reconocimiento-NoComercial 4.0 Internacional.